تاثیر BAP و TIBA بر روی پرآوری شاخساره در کشت درون شیشه ای رز رقم فول هاوس

نوع مقاله : مقالات پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه تبریز

چکیده

ریزازدیادی روشی مناسب برای تکثیر سریع و انبوه ارقام و پایه‌های رز مورد نیاز بالای بازار گل است. بعد از چند واکشت، میزان پرآوری شاخساره به شدت کاهش پیدا می کند و تنظیم کننده های رشد تاثیر مهمی در مرحله کلیدی پراوری این محصول دارند. در این تحقیق اثرات BAP و ضداکسین TIBA بر کمیت و کیفیت شاخه‌های تولید شده رقم فول هاوس رز مورد مطالعه قرار گرفت و در آن BAP و TIBA هر کدام در سه غلظت 0، 2/2 و 8/8 میکرومولار در مرحله پرآوری استفاده شدند. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با چهار تکرار اجرا شد. پس از دو ماه قرارگیری شاخساره‌ها در مرحله‌ی پرآوری، پارامترهای درصد پرآوری، درصد زنده‌مانی شاخساره‌ها، تعداد شاخساره‌های جانبی، میزان رشد شاخساره‌ی اصلی، متوسط طول شاخساره‌های جانبی، تعداد برگ سبز در شاخساره‌ی اصلی، متوسط تعداد برگ سبز شاخساره‌های جانبی، متوسط تعداد برگ کلروز و نکروز شاخساره‌ها، متوسط قطر قاعده شاخساره‌های جانبی، وزن تر شاخساره‌ها و تعداد شاخساره‌های با نوک نکروزه شده اندازه‌گیری شدند. نتایج تجزیه واریانس نشان داد که BAPروی تعداد برگ سبز شاخساره‌ی اصلی و تعداد شاخساره‌های با نوک نکروزه شده اثر معنی‌داری نداشت ولی سایر پارامترهای اندازه‌گیری شده را بهبود بخشید. غلظت 8/8 میکرو مولار BAP اثرات بهبوددهنده‌ی بیشتری نسبت به 2/2 میکرومولار آن داشت. غلظت بالای TIBA، تعداد شاخساره‌های با نوک نکروزه شده را به طور معنی‌داری افزایش داد. این آنتی‌اکسین روی وزن تر شاخساره‌ها اثر منفی داشت ولی سایر پارامترهای اندازه‌گیری شده را به طور معنی‌داری تحت تأثیر قرار نداد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effects of BAP and TIBA on Shoot Proliferation of Rosa hybrida L. cv. Full House in in vitro Culture

نویسندگان [English]

  • S. Hajian
  • S. Alizadeh Ajirlo
  • F. ZaareNahandi
University of Tabriz
چکیده [English]

Micropropagation is a proper approach to rapid and large-scale propagation of rootstocks and rose cultivars for huge demand of flower market. Proliferation rate of shoot is decreased drastically following several subcultures. Growth regulators have remarkable effects on the key phase of proliferation in micropropagation of this popular crop. In this research the effects of BAP and antiauxin of TIBA on quality and quantity of developed shoots in Rosa hybrida cv. Full House were studied. BAP and TIBA were applied at three concentrations of 0, 2.2 and 8.8 µmol in proliferation phase of micropropagation. The experiment was conducted based on factorial and completely randomized design with four replications. After two months, the percentage of proliferated explants, survived main and lateral shoot number, length of the main and lateral shoots, number of green leaves on the shoots, the average number of shoots with chlorotic and necrotic leaves, the average axillary shoot base diameter, fresh weight of shoots and number of shoots with necrotic tip were recorded. Analysis of variance indicated that BAP was ineffective on the number of the main shoot green leaves and decreasing number of shoots with necrotic tip, but enhanced other traits. The concentration of 8.8 µmol of BAP had greater effect than 2.2 µmol of this growth regulator on mentioned traits. The higher concentration of TIBA resulted to more shoot with necrotic tip. This antiauxin had anegative impact on shoot fresh weight, but the other parameters were not significantly affected.

کلیدواژه‌ها [English]

  • rose
  • Micropropagation
  • BAP
  • TIBA
بی نام. 1390. آمار دفتر امور سبزی، گیاهان زینتی و دارویی معاونت تولیدات گیاهی وزارت جهاد کشاورزی. انتشارات وزارت جهاد کشاورزی
2-فتحی ق. و اسماعیل‌پور ب. 1379. مواد تنظیم کننده رشدگیاهی. اصول وکاربرد (ترجمه). چاپ دوم. انتشارات جهاددانشگاهی مشهد.
3-An N.D., Wang L.J., Xu Z.H., and Xia Z.A. 1999. Foliar modifications induced by inhibition of polar transport of auxin. Cell Research, 9: 27-35.
4-Azadi P., Khosh-Khui M., Beyramizadeh E., and Bagheri H. 2007. Optimization of Factors Affecting in vitro Proliferation and Rooting of Rosa hybrida L. cv. ‘Rafaela’. International Journal of Agricultural Research, 2(7): 626-631.
5-Carelli B.P., and Echeverrigaray S. 2002. An improved system for the in vitro propagation of rose cultivars. ScientiaHorticulturae, 92: 69-74.
6-Choi Y.E., Katsumi M., and Sano H. 2001.Triiodobenzoic acid, an auxin polar transport inhibitor, suppresses somatic embryo formation and postembryonic shoot/root development in Eleutherococcussenticosus. Plant Science, 160(6): 1183-1190.
7-Christiane F., and Neuhaus G. 1996. Influence of auxin on the establishment of bilateral symmetry in monocots. The plant Journal,9(5): 659-669.
8-Find J., Graceb L., and Krogstrup P. 2002. Effect of anti-auxins on maturation of embryogenic tissue cultures of Nordmanns fir (Abies nordmanniana). Physiologia Plantarum, 116: 231–237.
9-Jabbarzadeh Z., and Khosh-Khui M. 2005. Factors affecting tissue culture of Damask rose (Rosa damascena Mill.).Scientia Horticulturae, 105: 475-482.
10-Jarret R.L. 1997. Effects of chemical growth retardants on growth and development of sweetpotato (Ipomoea batatas(L.) Lam.) in vitro. Journal of Plant Growth Regulation, 16: 227-231.
11-Khosravi P., Kermani M.J., Nematzadeh G.A., and Bihamta M.R. 2007. A protocol for mass production of Rosa hybrida cv. Iceberg through in vitro propagation. Iranian Journal of Biotechnology, 5(2): 100-104.
12-Ma Y., Byrne D.H., and Chen J. 1996. Propagation of rose species in vitro. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 32: 103-108.
13-Martin C. 1985. Plant breeding in vitro. Endeavour, 9:81-86
14-Nikbakht A., Kafi M., Mirmasoudi M. and Babalar M. 2005. Micropropagation of Damask rose (Rosa damascena) cvs Azaran and Ghamsar. International Journal of Agriculture and Biology, 4: 535-538.
15-Okubo H., Huang C.W., and Kishimoto F. 1999 .Effects of anti-auxins and basal plate on bulblet formation in scale propagation of amaryllis (Hippeastrum × hybridum hort.). Japanese Society for Horticultural Science, 68(3): 513-518.
16-Pietryczuk1 A., Czerpak R., Grabowska M. and Wolski T. 2009. The Effect of Sodium Amidotrizoate on the Growth and Metabolism of Wolffiaarrhiza (L.) Wimm. Polish J. of Environ. Stud. Vol. 18, No. 5: 885-891
17-Podwyszynska M. and Goszczynska D.M. 1998. Effect of inhibitors of ethylene biosynthesis and action, as well as calcium and magnesium on rose shoot rooting, shoot tip necrosis and lesf senescence in vitro. Acta Physiologiae Plantarum, 20(1): 91-98.
18-Shabbir A., Hameed N., Ali A. and Bajwa R. 2009. Effect of different cultural conditions on micropropagation of rose (Rosa indica L.). Pakistan Journal of Botany, 41(6): 2877-2882.
19-Singh S.K. and Syamal M.M. 2000. Anti-auxinenhanceRosa hybrida L. micropropagation. Biologia Plantarum, 43(2): 279-281.
20-Singh S.K., and Syamal M.M. 2001. A short pre-culture soak in thidiazuron or forchlorfenuron improves axillary shoot proliferation in rose micropropagation. Scientia Horticulturae, 91: 169-177.
21-Sreevidya V.S., Hernandez-Oane R.J., Gyaneshwar P., Lara-Flores M., Ladha J.K., and Reddy P.M. 2010. Changes in auxin distribution patterns during lateral root development in rice. Plant Science 178: 531–538
22-Sugimura Y., Adachi T., Kotani E. and Furusawa T. 1998. Shoot bud formation and plantlet regeneration from the basal tissue of mulberry leaves. Journal of Sericultural Science of Japan, 67(5): 421-424.
23-Sugimura Y., Adachi T., Kotani E., and Furusawa T. 1999. Efficient induction of shoot organogenesis from leaves of mulberry seedling using 2,3,5-triiodobenzoic acid. Plant Biotechnology, 16(2): 123-127.
24-Voyiatzi C. and Voyiatzis D.G. 1988. Shoot proliferation of the rose cv. (H.T) Dr. Verhage as influenced by apical dominance regulating substances. Acta Horticulture, 226: 671-674.
25-Zhang C.L., Chen D.F., Elliott M.C., and Slater A. 2004. Efficient procedures for callus induction and adventitious shoot organogenesis in sugar beet (Beta vulgaris L.) breeding lines. In vitro Cellular and Developmental Biology- Plant, 40: 475-481.